Bajo la superficie: manejos que definen la calidad del arándano

Por: Rodrigo Ortega Blu, PhD y María Mercedes Martínez, PhD Universidad Técnica Federico Santa María.

El arándano es uno de los principales cultivos de exportación del Perú y representa más del 16% del total de las agroexportaciones. Se cultiva en nueve departamentos del país, con predominio de La Libertad, que concentra el 40% de la superficie. La producción se desarrolla sobre una amplia variedad de suelos, mientras que el 20-30% de la superficie corresponde a sistemas en macetas.

Entre los principales problemas observados en los suelos y sustratos del Perú se encuentran la baja capacidad buffer, la acidez excesiva, la salinidad, la aireación deficiente, la toxicidad por manganeso y las deficiencias de Ca y Mg. La eficiencia de recuperación del N suele ser muy baja, en la mayoría de los casos, no supera el 20%, principalmente debido a la aplicación de dosis excesivas de nitrógeno, producto de una sobreestimación de las demandas.

Dado que el arándano posee un sistema radical superficial y muy susceptible a la falta de oxígeno, responde favorablemente al manejo integrado del suelo o sustrato mediante el uso de materia orgánica y microorganismos.

Diagnóstico de la calidad del suelo y los sustratos

Para iniciar un manejo integrado del suelo o sustrato y de la nutrición del arándano es necesario contar con un buen diagnóstico de las limitantes presentes en cada caso. Existen dos alternativas para ello:

1. Muestreo compuesto. Consiste en recolectar una muestra compuesta de suelo a la profundidad de diagnóstico —entre 0 y 30 cm—. Para estimar el promedio con un 10% de error, es necesario obtener un mínimo de 20 submuestras por muestra, idealmente mediante un patrón sistemático o grilla que cubra todo el cuartel o sector de riego. Una muestra compuesta no debería representar una superficie superior a 10 hectáreas. La principal ventaja de este sistema es su bajo costo por hectárea, mientras que su mayor limitación es que refleja un valor promedio que no describe adecuadamente la realidad de toda el área muestreada.

En el caso de los sustratos, cada maceta representa un individuo de la población. Por lo tanto, al igual que en el suelo, debe muestrearse el sustrato de, al menos, 20 macetas para obtener una muestra compuesta. En este caso, la profundidad corresponderá a la altura del sustrato dentro de la maceta, de entre 30 y 35 cm.

En ambos casos, el volumen de cada submuestra debe ser similar para evitar sesgos.

2. Mapeo detallado de suelos. Conocer la distribución de las propiedades del suelo dentro de un cuartel permite determinar no solo cuáles son las limitantes, sino también dónde se localizan y qué superficie representan. De este modo, es posible jerarquizarlas y focalizar los manejos donde corresponda. Si bien la inversión inicial es mayor que la requerida para una muestra compuesta, su uso resulta rentable, ya que permite dirigir las enmiendas y controlar o eliminar los factores limitantes con el objetivo de homogeneizar el huerto y favorecer la expresión de su potencial de rendimiento. El mapeo detallado puede realizarse tanto en nuevas plantaciones como en huertos en producción (Figura 1).

Principales problemas del suelo y los sustratos

Los principales problemas de suelo observados en Perú son:

1. Baja capacidad buffer: debido a su textura arenosa y al bajo contenido de materia orgánica, los suelos presentan una reducida capacidad de intercambio catiónico (Figuras 1 y 2).

2. Bajo contenido de materia orgánica: los suelos presentan limitaciones de C, particularmente en sus formas más recalcitrantes, lo que afecta su capacidad buffer y sus propiedades físicas.

3. pH ácido: el uso de fuentes nitrogenadas amoniacales y la acidificación de la solución pueden reducir excesivamente el pH del suelo, hasta alcanzar niveles críticos para el cultivo.

4. Bajos contenidos de Ca y Mg: los suelos presentan niveles reducidos de estos nutrientes, lo que afecta la tolerancia del cultivo al estrés abiótico y la calidad del fruto, especialmente su firmeza.

5. Salinidad inducida: la fertilización excesiva provoca un aumento de la salinidad y hace necesario el lavado de sales.

6. Toxicidad por manganeso: el exceso de agua utilizado para lavar sales incrementa la disponibilidad de Mn²⁺. Este efecto se intensifica con el pH ácido del suelo y puede provocar toxicidad en los tejidos.

En el caso de los sustratos, para identificar sus principales problemáticas es necesario conocer primero sus propiedades físico-químicas iniciales y cómo cambian con el manejo.

Fibra de coco. Se trata de un material orgánico altamente poroso —entre 90 y 95%—, con elevada capacidad de retención de humedad y una capacidad de intercambio catiónico (CIC) que varía entre 60 y 130 meq/100 g. Presenta un pH ácido a ligeramente ácido —entre 5,5 y 6,5—, baja conductividad eléctrica —inferior a 0,5 dS/m en fibra lavada— y un elevado contenido de lignina, cercano al 45%. Su contenido de C orgánico varía entre 45 y 55%, y posee una alta relación C/N, de 80:1 a 100:1.

El C orgánico, proveniente principalmente de la lignina, la hemicelulosa y la celulosa, es altamente recalcitrante, por lo que la respiración microbiana inicial —producción de CO₂— es baja. La carga negativa de la fibra de coco depende del pH y deriva de la disociación de grupos funcionales carboxílicos y fenólicos. Esto se traduce en una capacidad de intercambio catiónico moderada a alta con pH superior a 7 y en una considerable capacidad buffer. En función de estas propiedades, la fibra de coco puede considerarse un sustrato que controla eficazmente el equilibrio con la solución nutritiva.

Perlita. Es un material inorgánico de origen mineral ampliamente utilizado como sustrato. Posee una elevada porosidad —entre 70 y 85%—, un pH neutro —entre 6,5 y 7,5—, una baja o nula capacidad de intercambio catiónico —inferior a 1,5 meq/100 g—, baja conductividad eléctrica —inferior a 0,1 dS/m— y escasa capacidad de retención de humedad. A diferencia de la fibra de coco, presenta una baja capacidad buffer, por lo que cuando se la utiliza como sustrato, no existe control inicial sobre lo que ocurre en la solución.

Los efectos, tanto positivos como negativos, que se observan en ambos materiales se originan en la biologización del sustrato. En este proceso, los microorganismos procedentes del agua, del ambiente o de las propias plantas colonizan los materiales inicialmente inertes, favorecidos por la interacción con las raíces y el manejo agronómico. Las formas más lábiles de carbono provienen de los exudados radicales del arándano y estimulan la actividad de bacterias y hongos, con la consecuente formación de un biofilm. Posteriormente, estos microorganismos continúan descomponiendo los tejidos de la planta —principalmente las raíces— y, en el caso de la fibra de coco, del propio sustrato.

Los efectos positivos de la biologización son los siguientes:

• Aumento de la disponibilidad de nutrientes: los microorganismos mejoran la mineralización y la solubilización de nitrógeno y fósforo en el sustrato.
• Mayor retención de nutrientes: biofilms y materia orgánica incrementan la capacidad de retención en sustratos inorgánicos.
• Mejora de la salud radicular: los microorganismos benéficos estimulan el crecimiento de las raíces y contribuyen al control de patógenos.
• Estabilidad del sustrato: un sustrato biologizado amortigua las variaciones en la nutrición y el riego de los cultivos protegidos; es decir, mejora su capacidad buffer.

Los efectos negativos dependen del manejo de los sustratos y son los siguientes:

• Descomposición y compactación del sustrato: la actividad biológica provoca la descomposición del material orgánico, que puede compactarse y generar problemas de oxigenación y movimiento del agua.
• Competencia por oxígeno: la actividad microbiana puede consumir oxígeno y generar estrés o condiciones anaeróbicas para las raíces.
• Acidificación: la actividad biológica puede acidificar el sustrato.
• Proliferación de patógenos: un desequilibrio biológico puede favorecer patógenos como Pythium y Fusarium e incrementar la incidencia de enfermedades radiculares.
• Variabilidad nutricional: la nutrición comienza a depender no solo de la solución nutritiva, sino también de procesos biológicos que incrementan la variabilidad.

Así, el arándano cultivado en macetas puede presentar problemas de oxigenación y salinización, según el manejo y la calidad del agua. La aireación deficiente y el descenso del pH incrementan la concentración de Mn soluble, lo que puede provocar toxicidad en la planta, aborto de flores y frutos, y una menor calidad de las bayas, especialmente por pérdida de firmeza.

Recomendaciones para mejorar los suelos y sustratos 

Las estrategias de manejo deben orientarse a corregir las principales limitantes identificadas en cada caso:

1. Suelos arenosos con baja capacidad buffer y fertilidad: la clave es mejorar la capacidad buffer mediante la aplicación de materiales orgánicos recalcitrantes, entre ellos ácidos húmicos y fúlvicos de leonardita, compost vegetal maduro, extractos de corteza y algas con alginato. Asimismo, es necesario corregir el pH mediante el encalado con cales dolomíticas, que permiten aportar simultáneamente calcio y magnesio.

2. Sustratos orgánicos a base de fibra de coco: dado que presentan una alta CIC, es posible saturarlos con cationes como potasio, calcio y magnesio. Según el pH, puede utilizarse cal dolomítica o bien yeso más sulfato de magnesio. Además de su aporte nutricional, el calcio mejora la estructura y la aireación del sustrato. También debe evitarse el uso de materiales orgánicos lábiles, como los aminoácidos, y priorizarse el empleo de materiales recalcitrantes.

Fertilización del arándano

Una vez corregidas las limitantes del suelo o sustrato, la fertilización debería calcularse, idealmente, a partir de las extracciones de P, K, Ca y Mg, y de un balance entre la demanda de N y los aportes provenientes del suelo o sustrato y del agua (Tabla 1).

El uso de inhibidores de la nitrificación es clave para aumentar la eficiencia productiva, mantener el balance nutricional y mejorar la calidad de la fruta.

Tabla 1. Extracciones y demandas de nutrientes en arándano

Estrategias microbiológicas 

En Europa, Chile y Perú, el uso de microorganismos en programas de biofertilización, bioestimulación y biocontrol de enfermedades comenzó principalmente en huertos orgánicos. Actualmente, estas prácticas se han extendido a sistemas de manejo integrado, con el objetivo de optimizar la productividad, mejorar la firmeza y el sabor del fruto, y prolongar su vida de poscosecha.

Biofertilización y bioestimulación

Estas estrategias se basan en la aplicación de bacterias y hongos benéficos, materia orgánica, extractos de algas, quitosano y ácidos húmicos, con el propósito de estimular la rizogénesis, mejorar la absorción de nutrientes y activar mecanismos de defensa en la planta. Asimismo, contribuyen a incrementar la tolerancia frente al estrés térmico y salino. En sustratos orgánicos, su uso debe ajustarse cuidadosamente y complementarse con las enmiendas y fuentes de materia orgánica adecuadas, de acuerdo con las condiciones previamente diagnosticadas.

La eficacia de estas prácticas depende de su integración con programas de fertilización nitrogenada y fosforada ajustados en cuanto a fuente, dosis y momento de aplicación, debido a que ambos nutrientes inciden en la salinidad del suelo o sustrato y en la eficiencia de las asociaciones con hongos micorrízicos.

Las prácticas de bioestimulación han demostrado capacidad para mejorar atributos de calidad del fruto, como color, sabor, °Brix, calibre, contenido de polifenoles y concentración de otros compuestos bioactivos. Aunque estos parámetros dependen en gran medida de la variedad, el origen del material vegetal y las condiciones climáticas, pueden ser favorecidos por la acción de microorganismos benéficos o extractos de algas. Por esta razón, algunos de estos insumos también se consideran biofortificantes.

Bacterias como Paenibacillus sp., Lactobacillus sp., Bacillus sp., Streptomyces sp. y Pseudomonas sp. pueden encontrarse como organismos rizosféricos o endófitos en distintas especies de arándano. También pueden colonizar la superficie radical y formar biopelículas que, junto con la producción de enzimas como la ACC desaminasa, reducen la síntesis de etileno y mejoran la tolerancia de la planta frente al estrés hídrico y térmico.

Antagonistas microbianos e inducción de resistencia

En cuanto a la sanidad de la planta y del suelo o sustrato, diversos microorganismos se emplean en el control de enfermedades del arándano, ya sea como antagonistas directos de patógenos o como inductores de resistencia sistémica. Entre ellos se incluyen especies de Trichoderma y Beauveria, así como bacterias del género Bacillus, tales como B. subtilis, B. velezensis, B. amyloliquefaciens y B. licheniformis, entre otras.

Trichoderma actúa como antagonista frente a hongos asociados a pudriciones radicales, como Fusarium commune y Alternaria sp. Algunas especies endofíticas, como Trichoderma koningiopsis, además de presentar actividad micoparasítica, pueden estimular el crecimiento vegetal, favorecer el desarrollo radical, solubilizar fósforo y contribuir al rendimiento del cultivo (Figura 4). También se ha reportado su capacidad para colonizar el córtex radical y participar en el control de hongos de la madera, como Lasiodiplodia theobromae.

Asimismo, se han descripto especies como Trichoderma atroviride, capaces de producir compuestos orgánicos volátiles, entre ellos 6-pentil-α-pirona, con potencial para su uso en micofumigación y en el control natural de Botrytis cinerea durante la poscosecha, sin riesgos relevantes para la salud humana.

La inoculación dual con Trichoderma y Bacillus sp. ha demostrado incrementar la diversidad y riqueza de hongos y bacterias en el suelo, favoreciendo un microbioma más funcional y equilibrado.

Del mismo modo, algunas especies de Beauveria sp., como B. peruviensis, y de Metarhizium sp., como M. robertsii, reconocidas principalmente como hongos entomopatógenos, han sido reportadas por su alta capacidad endofítica, su inducción de resistencia sistémica y su promoción del crecimiento vegetal. Aplicaciones foliares de Beauveria peruviensis a concentraciones de 10⁶ conidios/ml en plantas de arándano generaron colonización endofítica en tallos y hojas entre 4 y 12 semanas después de la aplicación. Además, contribuyeron al control de Neopestalotiopsis mesopotamica, hongo emergente asociado a la pudrición de raíz y corona, el tizón del tallo y la pudrición del fruto en berries.

Hongos micorrízicos

Los hongos micorrízicos establecen asociaciones simbióticas con las plantas, ya sea sobre la superficie externa de la raíz, como ocurre en las ectomicorrizas, o en el interior de los tejidos radicales, como en las endomicorrizas. Un ejemplo de ectomicorriza de interés comercial corresponde a las trufas asociadas al avellano europeo, que rodean externamente la raíz. En contraste, Glomus intraradices es un hongo micorrízico arbuscular (HMA), caracterizado por la formación de estructuras intracelulares en la raíz y ampliamente distribuido en numerosas especies vegetales.

No obstante, algunas familias de plantas establecen asociaciones simbióticas con hongos micorrízicos que no forman arbúsculos ni vesículas, sino estructuras características de sus hospederos. Estos hongos se localizan en el sistema de raíces finas de los géneros Rhododendron, Vaccinium, Erica, Gaultheria, Ledum y Kalmia. Morfológicamente, se caracterizan por una red laxa de hifas externas que se extiende a lo largo, entre y dentro de las células epidérmicas de los pelos radicales, sin penetrar la membrana plasmática. Una vez dentro de la célula, forman espirales u ovillos de hifas de densidad variable. Desde allí, el micelio puede extenderse aproximadamente 1 cm fuera de la superficie radical. Esta asociación parece ser temporal y, en general, no supera las 11 semanas de duración (Figura 5).

En Chile, país pionero en la producción de arándano en Latinoamérica, la asociación entre hongos de micorriza ericoide y plantas de los géneros Rhododendron sp. y Vaccinium sp. fue descrita tempranamente por Vega y Muñoz (1987). Actualmente, se reconoce que el grado de micorrización en las ericáceas depende de diversos factores: el tipo de hongo y su eficiencia en el aporte de nutrientes en relación con el consumo de fotosintatos del hospedero; la variedad; la edad de la planta, dado que las plantas jóvenes presentan mayores oportunidades de colonización; el contenido de fósforo; el pH; y la porosidad del suelo.

La fertilización excesiva con fósforo y nitrógeno, así como las aplicaciones de fungicidas, pueden afectar negativamente la micorrización. En cambio, la presencia de materia orgánica, la asociación con bacterias fijadoras de nitrógeno o rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal (PGPR), y el uso de bioestimulantes pueden favorecer sinérgicamente el aporte de carbono lábil y la formación de raíces jóvenes.

Recomendaciones para el manejo integrado

Para implementar un manejo integrado eficiente del suelo o sustrato y de la nutrición del arándano, se recomienda priorizar acciones basadas en el diagnóstico técnico, la corrección de limitantes, el equilibrio biológico y el monitoreo sistemático.

• Diagnóstico integral: realizar una caracterización física, química y biológica del suelo o sustrato para identificar los factores limitantes prioritarios y definir criterios de intervención.
• Corrección de limitantes edáficas o del sustrato: aplicar enmiendas de acuerdo con el diagnóstico, incluidos el encalado y las fuentes de calcio, magnesio u otros correctivos necesarios para restablecer condiciones adecuadas de crecimiento radical.
• Manejo estratégico de la materia orgánica: incorporar fuentes estabilizadas y de mayor recalcitrancia, en dosis técnicamente justificadas, para mejorar la capacidad buffer, la estructura física y la estabilidad biológica del sistema.
• Inoculación de microorganismos benéficos: integrar bioinsumos microbianos dentro de un programa agronómico coherente y definir objetivos específicos de biofertilización, bioestimulación, inducción de resistencia o biocontrol.
• Gestión del riego y de la oxigenación radical: ajustar la frecuencia, la lámina y la distribución del riego para mantener una aireación adecuada del suelo o sustrato y evitar la hipoxia o las condiciones anaeróbicas que comprometan el desarrollo radical.
• Monitoreo de la conductividad eléctrica y el pH: evaluar periódicamente estos parámetros para anticipar cambios en la salinidad, la acidez y la dinámica química del sistema, y ajustar oportunamente el manejo nutricional y del riego.

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